Ejercicios
Este cuestionario explora los principios y las aplicaciones de la microscopía óptica en el estudio de muestras biológicas. Incluye preguntas sobre aumento, resolución, apertura numérica, iluminación de Köhler, preparación histológica, tinciones, microscopía de contraste de fases, fluorescencia y confocal. También plantea situaciones prácticas para reconocer componentes, interpretar imágenes y prevenir errores durante la observación.
Responde las preguntas a continuación y revisa la explicación de cada respuesta.
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El aumento total se calcula multiplicando el aumento del ocular por el del objetivo: 10× × 40× = 400×.
Una distancia mínima de resolución menor permite distinguir detalles que se encuentran más próximos. La resolución describe la capacidad de separar estructuras, no su aumento aparente.
La apertura numérica depende del índice de refracción del medio y del seno del semiángulo de captación. Al aumentar ambos factores, el objetivo recoge más luz y puede mejorar la resolución.
Los objetivos de gran aumento tienen una distancia de trabajo reducida. Un movimiento amplio del tornillo macrométrico puede provocar una colisión y dañar el objetivo, el portaobjetos o la muestra.
La iluminación de Köhler proporciona un campo iluminado de manera uniforme y permite ajustar correctamente los diafragmas, favoreciendo el contraste y el aprovechamiento de la resolución.
El diafragma de apertura, situado en el sistema condensador, regula el cono de iluminación. Su ajuste influye en el contraste, la profundidad de campo y la resolución.
El aceite posee un índice de refracción semejante al del vidrio. Esto reduce la desviación y pérdida de rayos luminosos entre el portaobjetos y el objetivo, aumentando la apertura numérica.
Las burbujas atrapadas en el medio de montaje suelen aparecer como círculos claros con bordes oscuros y refringentes. Pueden ocultar estructuras y dificultar el enfoque.
La fijación estabiliza componentes celulares y tisulares, reduce la autólisis y limita la degradación microbiana. Así conserva la organización de la muestra durante las etapas posteriores.
El micrótomo desplaza un bloque de tejido frente a una cuchilla para obtener secciones micrométricas que pueden colocarse sobre un portaobjetos.
La deshidratación sustituye progresivamente el agua por alcohol. Es necesaria porque la parafina no se mezcla directamente con el agua presente en el tejido.
La hematoxilina tiñe de azul o violeta las estructuras basófilas, especialmente los ácidos nucleicos del núcleo. La eosina colorea de rosa gran parte del citoplasma y la matriz extracelular.
El tejido epitelial forma láminas de células estrechamente unidas, con escasa matriz extracelular y apoyadas sobre una membrana basal. Estas características permiten reconocerlo en cortes histológicos.
El contraste de fases transforma diferencias de fase producidas por estructuras transparentes en diferencias de intensidad. Permite observar células vivas sin necesidad de fijarlas o teñirlas.
El filtro de emisión selecciona las longitudes de onda emitidas por el fluoróforo y bloquea gran parte de la excitación residual. Así mejora la relación entre señal y fondo.
El pinhole rechaza luz originada fuera del plano focal. Esto permite obtener secciones ópticas con mayor contraste y reconstruir volúmenes mediante series de imágenes a distintas profundidades.
El diámetro ocupa 2,5 veces la barra: 2,5 × 20 µm = 50 µm. Las barras de escala permiten medir estructuras independientemente del tamaño de visualización.
El criterio de Nyquist exige al menos dos muestras por el detalle espacial mínimo que se desea registrar. Un muestreo insuficiente pierde información y puede generar artefactos.
Una imagen saturada pierde diferencias de intensidad y detalles. Reducir la iluminación o el tiempo de exposición devuelve los valores al intervalo que el detector puede registrar.
El aceite debe retirarse pronto con papel específico para lentes y, cuando corresponda, con el limpiador recomendado por el fabricante. Los materiales abrasivos pueden rayar los recubrimientos ópticos.
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