Coleta de hemoculturas com técnica asséptica: redução de contaminação e aumento de sensibilidade diagnóstica

Conceito e objetivos da hemocultura

Hemocultura é o exame microbiológico destinado a detectar microrganismos viáveis na corrente sanguínea (bacteremia/fungemia) e orientar terapia antimicrobiana por identificação e teste de sensibilidade. A qualidade do resultado depende principalmente de: (1) volume de sangue inoculado, (2) número de amostras (conjuntos) coletadas, (3) momento correto da coleta, e (4) técnica asséptica rigorosa para reduzir contaminação por flora da pele. Contaminação gera falso-positivo, uso desnecessário de antibióticos, aumento de custos e tempo de internação; volume insuficiente e coleta inadequada reduzem sensibilidade diagnóstica.

Indicações comuns (quando a hemocultura costuma ser solicitada)

• Suspeita de sepse, choque séptico, bacteremia ou fungemia.
• Febre sem foco em pacientes graves, imunossuprimidos ou com neutropenia.
• Suspeita de endocardite infecciosa.
• Infecção relacionada a cateter (quando há sinais sistêmicos e/ou sinais no sítio do cateter).
• Pneumonia grave, pielonefrite complicada, meningite (conforme protocolo institucional), osteomielite/infecção osteoarticular com sinais sistêmicos.
• Persistência de febre apesar de antimicrobianos, ou necessidade de documentar clareamento de bacteremia (ex.: Staphylococcus aureus, Candida spp., conforme prescrição).

Número de amostras (conjuntos) e planejamento conforme prescrição

Em hemocultura, o termo conjunto geralmente significa 1 frasco aeróbio + 1 frasco anaeróbio (quando o laboratório utiliza ambos). O número de conjuntos e o intervalo entre eles devem seguir a prescrição e o protocolo local. Recomendações práticas frequentemente adotadas:

• Suspeita de bacteremia/sepse aguda: coletar 2 conjuntos de sítios periféricos distintos, idealmente em sequência (sem necessidade de aguardar pico febril).
• Alta suspeita de endocardite: coletar 3 conjuntos de sítios distintos, antes de iniciar antimicrobianos, conforme prescrição.
• Suspeita de fungemia ou bacteremia persistente: pode haver solicitação de coletas seriadas (ex.: repetir em 24–48 h) para documentar persistência/clareamento.

Princípio-chave: mais importante do que “esperar febre” é coletar antes do antibiótico (quando possível) e garantir volume total adequado distribuído em conjuntos.

Momento de coleta: antes de antimicrobianos e sem “pico febril” como regra

• Preferencial: coletar antes da primeira dose de antimicrobiano ou antes da próxima dose (se já em uso), conforme orientação médica.
• Não é obrigatório aguardar calafrios ou pico febril; atrasar a coleta pode reduzir a utilidade clínica.
• Em suspeita de sepse: priorizar coleta rápida e início de terapia conforme protocolo assistencial, sem comprometer a técnica asséptica.

Preparo do material (checklist operacional)

• Frascos de hemocultura (aeróbio e anaeróbio, ou pediátrico conforme faixa etária/peso).
• Antisséptico para pele conforme protocolo institucional (ex.: clorexidina alcoólica 2% ou povidona-iodo alcoólico, quando indicado).
• Álcool 70% para desinfecção do septo dos frascos.
• Luvas (preferencialmente estéreis para a etapa de punção e manipulação do sítio após antissepsia, conforme protocolo local).
• Seringa e agulha ou dispositivo de coleta (conforme rotina), ou sistema com adaptador para frascos.
• Torniquete, gaze estéril, curativo.
• Etiquetas de identificação e requisição do exame.
• Recipiente para perfurocortantes.

Antes de iniciar: conferir validade e integridade dos frascos (vácuo, tampa/septo íntegros, ausência de trincas, rótulo legível) e planejar os sítios periféricos para evitar múltiplas tentativas.

Antissepsia rigorosa: pele e frasco (fricção e tempo)

1) Antissepsia do septo do frasco

Mesmo frascos novos podem ter contaminação no septo por manuseio. Proceder assim:

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• Friccionar o septo de borracha com álcool 70% (gaze/algodão embebido) com fricção vigorosa.
• Manter fricção por 15–30 segundos (ou conforme protocolo local).
• Deixar secar completamente ao ar antes de inocular (não assoprar, não abanar com luvas).
• Após desinfecção, não tocar no septo.

2) Antissepsia da pele (ponto crítico para reduzir contaminação)

Após selecionar o sítio, realizar antissepsia com técnica padronizada:

• Aplicar antisséptico com fricção (movimentos de vai-e-vem ou circulares do centro para a periferia, conforme protocolo), cobrindo área suficiente para punção e eventual repunção.
• Tempo de fricção: em geral 30 segundos para clorexidina alcoólica 2% (ou conforme protocolo institucional).
• Tempo de secagem: aguardar secagem completa (frequentemente 30 segundos ou mais). A secagem é parte do efeito antimicrobiano.
• Após antissepsia, não palpar novamente o local. Se for indispensável repalpar, usar técnica estéril (ex.: luva estéril) e considerar repetir antissepsia conforme protocolo.

Observação prática: a maior parte das contaminações ocorre por falhas em: fricção insuficiente, não respeitar secagem, repalpação do sítio, ou tocar no septo do frasco após desinfecção.

Volume recomendado por frasco (faixa etária) e impacto na sensibilidade

O volume é o fator isolado mais associado ao aumento da sensibilidade. Sempre seguir a prescrição e o protocolo do laboratório (alguns frascos têm volume máximo recomendado). Referência prática frequentemente utilizada:

Regras práticas:

• Evitar “subvolume” (ex.: 2–3 mL em frasco adulto), pois reduz sensibilidade e pode atrasar positividade.
• Evitar ultrapassar o volume máximo do frasco (risco de falso-negativo por excesso de sangue e diluição inadequada do meio).
• Se o volume total prescrito não for obtido, registrar o volume real e comunicar a equipe médica quando relevante.

Sequência de inoculação (seringa, butterfly e frascos)

A sequência pode variar conforme o método de coleta e o tipo de frasco. Objetivo: reduzir entrada de ar no frasco anaeróbio e manter segurança.

Quando o sangue é coletado com seringa

• Inocular primeiro o frasco anaeróbio (menor exposição ao ar), depois o aeróbio.
• Inocular lentamente, evitando pressão excessiva e aerossolização.
• Homogeneizar suavemente os frascos após inoculação (inversões leves), sem agitar vigorosamente.

Quando o sangue é coletado com butterfly (scalp) e adaptador direto para frascos

• Inocular primeiro o frasco aeróbio (o equipo contém ar), depois o anaeróbio.
• Manter os frascos na posição recomendada pelo fabricante e evitar refluxo.

Importante: sempre seguir a orientação do fabricante do sistema utilizado e do laboratório; registrar no serviço um padrão único para reduzir variabilidade.

Coleta periférica versus coleta por cateter (quando indicada)

Preferência: coleta periférica

Para investigação de bacteremia/sepse, a coleta periférica é preferida por apresentar menor taxa de contaminação e melhor interpretação clínica.

Quando coletar por cateter pode ser indicado

• Suspeita de infecção relacionada a cateter, com necessidade de comparação entre amostras.
• Impossibilidade de acesso periférico após tentativas seguras e justificadas.
• Prescrição específica para coleta simultânea periférica e do cateter (ex.: para avaliação de tempo diferencial de positividade).

Como organizar quando houver suspeita de infecção relacionada a cateter

• Coletar um conjunto periférico e um conjunto do cateter (de lúmen específico, se multilúmen), idealmente em tempos próximos, conforme prescrição.
• Identificar claramente no rótulo e na requisição: “periférico” e “cateter”, e qual lúmen.
• Evitar coletar hemocultura exclusivamente do cateter sem periférica, pois dificulta interpretação e aumenta risco de contaminação.

Atenção: coleta por cateter exige desinfecção rigorosa do hub/conector e respeito ao tempo de contato do antisséptico, conforme protocolo institucional de manipulação de cateter (não detalhado aqui para evitar repetição de capítulo anterior). O ponto central é: só indicar quando houver motivo clínico e sempre com identificação adequada da origem.

Passo a passo prático (protocolo completo)

Etapa 1: conferências e organização

• Confirmar prescrição: número de conjuntos, origem (periférico/cateter), volumes e urgência.
• Identificar o paciente e conferir alergias relevantes (ex.: antissépticos).
• Preparar frascos: checar integridade/validade e rotular após a coleta (para evitar troca), conforme política institucional.
• Higienizar as mãos e organizar campo de trabalho.

Etapa 2: antissepsia do frasco

• Desinfetar septo de cada frasco com álcool 70% (fricção 15–30 s) e deixar secar.

Etapa 3: antissepsia da pele e punção

• Aplicar antisséptico na pele com fricção e respeitar secagem completa.
• Realizar punção e coletar o volume planejado.
• Evitar repalpação do sítio após antissepsia; se ocorrer, considerar repetir antissepsia.

Etapa 4: inoculação e mistura

• Inocular na sequência correta conforme método (seringa: anaeróbio → aeróbio; butterfly: aeróbio → anaeróbio).
• Respeitar volumes por frasco; observar marcações do frasco.
• Homogeneizar suavemente.

Etapa 5: identificação, registro e transporte

• Rotular frascos com: nome, identificador, data/hora, sítio (periférico/cateter e lúmen), profissional coletor.
• Registrar no prontuário: número de conjuntos, volumes aproximados, sítios, intercorrências, antibiótico em uso e horário da última dose (quando disponível).
• Enviar ao laboratório o mais rápido possível; manter em temperatura ambiente, sem refrigeração, salvo orientação do laboratório.

Medidas para minimizar contaminação (boas práticas específicas para hemocultura)

• Dois sítios periféricos distintos quando indicado (reduz interpretação equivocada e aumenta sensibilidade).
• Não coletar hemocultura de acessos periféricos recém-puncionados apenas por conveniência, se houver alternativa periférica adequada (maior risco de contaminação por manipulação).
• Antissepsia com fricção + secagem completa (pele e septo do frasco).
• Evitar repalpação do local após antissepsia.
• Volume adequado e distribuição correta nos frascos.
• Padronizar técnica na unidade (mesmo antisséptico, mesmos tempos, mesma sequência de inoculação) e treinar periodicamente.
• Rotulagem correta da origem (periférico vs cateter) para interpretação microbiológica.

Manejo de intercorrências

Punção difícil (múltiplas tentativas)

• Interromper após número de tentativas definido pelo serviço e acionar profissional mais experiente, quando aplicável.
• Se houver nova tentativa em outro sítio, repetir antissepsia completa no novo local.
• Evitar “aproveitar” um sítio repalpado/contaminado; isso aumenta contaminação.
• Se volume obtido for menor que o prescrito, priorizar completar ao menos um conjunto com volume adequado, registrando o volume real.

Atraso na inoculação (sangue ficou na seringa)

• Ideal: inocular imediatamente após a coleta.
• Se houver atraso inevitável, manter a seringa fechada e em condições seguras, e inocular o quanto antes; registrar o atraso e comunicar o laboratório se o tempo for significativo.
• Não refrigerar sangue em seringa para hemocultura, salvo orientação formal do laboratório.

Frasco danificado, sem vácuo ou com vazamento

• Não utilizar frasco trincado, com tampa comprometida, sem vácuo (não aspira) ou com sinais de vazamento.
• Substituir por frasco íntegro antes da coleta, se identificado previamente.
• Se o dano for percebido após inoculação, isolar o frasco, notificar o laboratório e seguir fluxo institucional de incidente; pode ser necessária recoleta.

Suspeita de contaminação durante o procedimento

• Exemplos: toque no sítio após antissepsia, toque no septo após desinfecção, queda de material estéril.
• Conduta: interromper, substituir materiais necessários, repetir antissepsia e documentar a ocorrência; considerar recoleta em novo sítio.

Critérios de rejeição (quando o laboratório pode recusar ou sinalizar a amostra)

Os critérios variam por instituição; exemplos frequentes:

• Frasco sem identificação ou com identificação divergente.
• Volume inadequado (muito abaixo do mínimo recomendado ou acima do máximo do frasco), quando o laboratório adota rejeição por volume.
• Frasco vencido, danificado, com vazamento ou sem integridade do septo.
• Coleta em recipiente inadequado (ex.: sangue enviado em tubo/seringa para “fazer hemocultura”).
• Tempo/condição de transporte inadequados conforme norma local (ex.: atraso excessivo sem justificativa e sem orientação do laboratório).

Boa prática: antes de enviar, conferir rótulos, volumes aproximados e integridade do frasco; isso reduz recoletas e atrasos diagnósticos.

Pontos críticos de controle (PCC) para qualidade e segurança

• PCC 1: número de conjuntos e sítios conforme prescrição (planejamento antes de puncionar).
• PCC 2: antissepsia do septo do frasco (fricção + secagem; não tocar depois).
• PCC 3: antissepsia da pele (fricção + secagem; não repalpar).
• PCC 4: volume por frasco (marcação visual e registro).
• PCC 5: sequência de inoculação correta conforme método (seringa vs butterfly).
• PCC 6: identificação completa (origem periférica/cateter e lúmen) e envio rápido ao laboratório.

Roteiro de auditoria de contaminação (monitoramento e melhoria contínua)

Indicadores sugeridos

• Taxa de contaminação de hemoculturas (% de frascos/conjuntos com crescimento de contaminantes típicos, conforme definição do laboratório).
• Taxa por unidade/turno/profissional (quando aplicável e com abordagem educativa).
• Percentual de frascos com subvolume (quando o laboratório fornece essa informação).
• Percentual de coletas por cateter sem indicação documentada.

Checklist de observação direta (auditoria de processo)

• Higienização das mãos realizada nos momentos indicados.
• Septo do frasco desinfetado com fricção e tempo adequado; secagem respeitada.
• Pele desinfetada com fricção e tempo adequado; secagem respeitada.
• Ausência de repalpação do sítio após antissepsia (ou repalpação com técnica estéril e conduta adequada).
• Volume coletado compatível com faixa etária e marcação do frasco.
• Sequência de inoculação correta para o método utilizado.
• Rótulo completo (data/hora, sítio, cateter/lúmen quando aplicável).
• Tempo entre coleta e envio ao laboratório dentro do padrão.

Análise de eventos e ações corretivas

• Para cada episódio de contaminação provável: revisar prontuário (origem, número de conjuntos, volumes, antibiótico prévio), revisar técnica (observação/entrevista) e identificar falhas mais prováveis (antissepsia, repalpação, volume, rotulagem).
• Implementar ações: reciclagem dirigida, padronização de antisséptico/tempos, kits de hemocultura, lembretes visuais de volumes e sequência, feedback periódico de indicadores.
• Reauditar após intervenção (ex.: 30–60 dias) para verificar redução da contaminação.